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基于 S1PR2/PI3K/Rac1 信号通路探究癫痫发病机制及 S1PR2 关键调控作用的研究

申报人:张紫妍 申报日期:2025-03-24

基本情况

2025创新项目
基于 S1PR2/PI3K/Rac1 信号通路探究癫痫发病机制及 S1PR2 关键调控作用的研究 学生申报
创新训练项目
医学
临床医学类
学生来源于教师科研项目选题
二年期
癫痫是全球第二大神经系统疾病,约30%患者对抗癫痫药物耐药,亟需突破性治疗策略。颞叶癫痫(TLE)作为DRE的主要类型,其病理核心是海马硬化、星形胶质细胞异常活化及神经元突触过度重塑,但具体分子机制尚未明确。本研究聚焦鞘氨醇-1-磷酸受体S1PR2及其下游PI3K/Rac1信号通路,旨在揭示S1PR2在TLE中的关键调控作用,为开发靶向干预药物提供理论依据。 前期研究发现,TLE患者及癫痫模型大鼠脑组织中S1PR2表达显著降低,且与癫痫发作频率呈负相关,提示S1PR2缺陷可能是TLE进展的核心驱动因素。S1PR2作为G蛋白偶联受体,通过抑制PI3K/Rac1通路调控神经元兴奋性与突触可塑性。其表达下调可能解除对Rac1的抑制作用,导致树突棘异常增生、神经元同步化放电增强,最终引发癫痫发作。这一假说得到文献支持:然而,S1PR2如何通过PI3K/Rac1通路影响癫痫发生,其细胞类型特异性调控机制仍不明确。 本项目通过构建S1PR2基因敲除/过表达小鼠模型,结合海人酸(SPF动物房、激光共聚焦显微镜),具备从分子机制到临床转化的全链条研究能力。成果有望突破现有抗癫痫药物仅对症治疗的局限
临床医学院第十九届“挑战杯”济宁医学院大学生课外学术科技作品竞赛院级选拔赛
临床医学院(附属医院)“创新引领,精益求精”专题讲座第20期
临床医学院“放飞梦想,启航未来”专题讲座(新生)
1. 国家自然科学基金面上项目《螯合IL-1β单克隆抗体的顺磁性纳米粒子在癫痫诊治中的价值》(已结题)
2. 山东省自然科学基金《TRPM2-GSK3β-IL-1β信号调控在难治性癫痫中的作用及机制研究》(已结题)
依托济宁医学院癫痫研究所及SPF级动物房,配备激光共聚焦显微镜、脑立体定位仪、膜片钳系统;前期已建立癫痫动物模型并完成S1PR2表达动态分析,提供临床样本及数据库支持。
省级

项目成员

序号 学生 所属学院 专业 年级 项目中的分工 成员类型
张紫妍 临床医学院(附属医院) 临床医学(本科) 2024 统筹规划实验
耿雨晨 临床医学院(附属医院) 临床医学(本科) 2024 数据分析
王香媛 临床医学院(附属医院) 临床医学(本科) 2024 组织切片染色
孙雨夏 临床医学院(附属医院) 临床医学(本科) 2024 构建动物模型,数据采集

指导教师

序号 教师姓名 所属学院 是否企业导师 教师类型
孔庆霞 临床医学院(附属医院)

立项依据

1.机制解析:揭示S1PR2通过调控PI3K/Rac1信号通路在癫痫发生发展中的关键作用。
2.治疗靶点探索:验证S1PR2作为新型抗癫痫靶点的可行性,为开发靶向药物提供理论支持
3.转化应用:结合临床样本与动物模型,推动基础研究向临床治疗的转化
1.探究S1PR2表达变化对小鼠表型的影响
通过基因编辑技术构建S1PR2基因敲除和过表达小鼠。利用Racine 分级法、旷场实验实验等评估S1PR2表达水平对小鼠行为学的影响;基于颅骨电极植入的脑电图(EEG)监测以及运用立体定位技术的海马场电位记录来解析S1PR2对小鼠电生理的影响;利用FJC染色、免疫荧光、倒置相差显微镜等观察各组小鼠神经元大致情况,Timm 染色观察小鼠海马齿状回区苔藓纤维出芽情况,利用高尔基染色检测小鼠海马齿状回内分子层树突棘密度;采用Western blot、qPCR、ELISA检测S1PR2基因及其通路相关因子的转录和表达水平,验证S1PR2基因干预效果,以探究S1PR2水平对小鼠表型的影响。
2.探究S1PR2表达差异及其对于其下游相关PI3K/Rac1基因表达的影响
PI3K/Rac1通路参与癫痫发生。癫痫活动会激活上游受体,进而激活 PI3K。PI3K 催化 PIP2 生成 PIP3。 PIP3 招募并激活 Rac1 的鸟苷酸交换因子(GEFs),如 Tiam1、Vav 等。这些 GEFs 促进 Rac1 从 GDP 结合的非活性状态转变为 GTP 结合的活性状态。 Rac1 激活 WAVE 复合物,进而激活 Arp2/3 复合物,驱动肌动蛋白成核和聚合,导致树突棘过度增生、增大(肥大)或形态异常。 Rac1 还可通过调节细胞骨架影响 AMPA 和 NMDA 型谷氨酸受体向突触后的运输和锚定。增强的受体运输可能导致突触后兴奋性反应增强。树突棘结构变化和谷氨酸受体在突触后膜聚集,从而导致兴奋性突触传递效能的增强(长时程增强,LTP)。过度增强的兴奋性突触连接是神经网络超同步化放电的基础,是癫痫发作的重要病理基础。
在基因修饰的基础上,利用KA诱导癫痫发作。利用Racine 分级法、高架十字迷宫实验等结合行为学视频检测评估S1PR2表达水平对小鼠行为学的影响;基于颅骨电极植入的脑电图(EEG)监测以及运用立体定位技术的海马场电位记录来解析S1PR2对小鼠电生理的影响;利用免疫荧光观察神经元的整体情况,Timm 染色观察小鼠海马齿状回区苔藓纤维出芽情况,利用高尔基染色检测小鼠海马齿状回内分子层树突棘密度;进行光遗传学干预实验:对KA诱导的癫痫模型小鼠,通过特定波长光(蓝光激活ChR2,黄光抑制NpHR)刺激海马等关键脑区,结合电生理同步记录(如多通道电生理记录系统),实时监测光刺激下神经元放电频率、同步化程度及癫痫样放电变化,解析光调控对癫痫相关神经环路的影响。在光刺激前后,利用免疫荧光、Western blot检测S1PR2、PI3K、Rac1等蛋白表达及磷酸化水平变化,分析光遗传学干预与S1PR2 - PI3K/Rac1通路的关联;通过Timm染色、高尔基染色观察光刺激对苔藓纤维出芽、树突棘形态的动态影响,揭示光调控下癫痫发生的细胞结构基础。采用qPCR、RT-PCR、等方法验证癫痫小鼠脑组织中S1PR2基因及其通路相关因子PI3K、Rac1等转录和表达的水平,免疫荧光染色同时标记 S1PR2、PI3K、Rac1 以及神经元的其他标志性蛋白,观察它们在细胞内的共定位情况;利用LDH水平测定等方法评估神经元损伤情况。
3.探究S1PR2通过PI3K/Rac1参与癫痫的发作与形成
应用慢病毒介导的Rac1-shRNA 沉默Rac1基因,干预癫痫及正常小鼠,利用免疫荧光、Western blot等检测Rac1及上游S1PR2的表达;利用Racine 分级法、高架十字迷宫实验等评估Rac1表达差异在行为学上的影响;基于颅骨电极植入的脑电图(EEG)监测以及运用立体定位技术的海马场电位记录来解析S1PR2对小鼠电生理的影响;Timm 染色观察小鼠海马齿状回区苔藓纤维出芽情况,利用高尔基染色检测小鼠海马齿状回内分子层树突棘密度。通过COIP实验验证S1PR2与PI3K/Rac1的物理相互作用,明确信号通路的直接调控关系。后给予各组小鼠S1PR2拮抗剂,再次观察上述实验结果。
4.体外细胞模型佐证S1PR2表达量的改变对小鼠海马神经元兴奋性、形态及下游信号通路等方面的影响
构建体外细胞模型,分别给予S1PR2激动剂及拮抗剂。利用全细胞 patch - clamp 技术观察S1PR2对神经元兴奋性影响;借助免疫荧光、高尔基染色、鬼笔环肽染色、扫描电子显微镜等观察神经元形态;免疫荧光染色法检测突触相关蛋白(如 PSD95),判断不同处理对突触功能影响;CCK - 8 检测细胞活力;采用全细胞或穿孔膜片钳技术,记录施加S1PR2激动剂/拮抗剂及Rac1拮抗剂后神经元离子通道电流变化,并结合海马脑片LTP记录,分析相关通路通过调控离子通道对突触可塑性的影响,以探究其在维持突触正常功能中的作用机制。Western blot 验证通路关键蛋白表达变化及上下游调控关系、实时定量 PCR从基因表达层面佐证通路激活或抑制情况,以此来探究S1PR2对其通路的影响情况,为深入理解S1PR2参与癫痫发病机理提供细胞层面依据。
S1PR2,作为S1P五个受体亚型中的一员,属于 G 蛋白偶联受体[5],分布于神经元、星形胶质细胞、小胶质细胞或少突胶质细胞中[6],近年来的研究表明,S1PR2依靠其抑制自噬、调节线粒体功能、抑制突出可塑性等作用,在多发性硬化症、肌萎缩侧索硬化症、阿尔茨海默病、帕金森病、亨廷顿病、脑卒中、癫痫等神经系统疾病中都能见到它的身影[7-12]。因此,我们认为 S1P信号通路可能是治疗神经系统疾病可靠的靶点。在癫痫研究领域中,Cecilia Skoug等人在小鼠模型中发现,S1PR2在突触前尤为丰富[13]。MacLennan等人发现,S1PR2对于斑马鱼的神经元发育以及兴奋性维持至关重要,随后他们构建了S1PR2缺陷型小鼠,观察发现这些小鼠在出生后 3 - 7 周内会出现自发性、散在性癫痫发作[14]。然而,在Ishii和Kono的两项研究中,并未发现S1PR2缺陷型小鼠出现上述癫痫发作情况[15],因此S1PR2在癫痫中的具体作用还需进一步研究。
值得注意的是,Rac1在癫痫发生中的核心作用与其对神经元突触可塑性的调控密切相关。2019年《Neuron》的研究证实,Rac1通过促进树突棘的异常增生(spine dysgenesis),显著增加海马神经元的同步化放电概率。这种病理改变与颞叶癫痫患者的脑组织特征高度吻合。Rho 蛋白家族属于 Ras 超家族的小 GTP 结合蛋白(包括 Ras,Rho,Rab,Ran 和 Rrf 家族),它们是一种三磷酸鸟苷(guanosine triphosphate,GTP)结合蛋白,具有GTP 酶活性,因此,又被称为Rho GTP酶,其在肌动蛋白细胞骨架调控方面起重要作用。其中Rac1是研究较多的RhoGTP 酶。Rac1是Ras相关C3肉毒毒素底物1,分子量为21kDa,是细胞内重要的信号传导分子,参与了多种细胞功能和生理过程[16]。Rac1平常以非活性的GDP结合状态存在,当受到外界刺激,如细胞外基质和细胞间相互作用等,会从GDP结合状态转变为GTP结合状态,进而发挥相应的功能,包括在轴突生长,树突棘形态发生和突触可塑性改变等方面发挥相应功能[17]。Rac1信号通路的异常活化或抑制在多种疾病中发挥重要作用,在阿尔兹海默病中,细胞神经原纤维缠结 (neurofibrillary tangles,NFT)与其发生密切相关,Zhu等人发现,在阿尔茨海默病患者大脑含NFT的神经元群中,Rac1的表达较对照组明显升高[18]。帕金森病相关基因——LRRK2,其可降低小胶质细胞中的 GTP-Rac1水平来负向调节Rac1的激活,最终调节肌动蛋白动力学来减弱小胶质细胞向损伤部位的迁移[19]。亨廷顿病常由HTT基因突变引起,Tousley等人在降低亨廷顿病神经元中 mHtt 的总体水平后发现,模型小鼠神经元中Rac1活性降低到正常水平[20]。抑制 Rac1活性在治疗肌萎缩侧索硬化时有一定的益处[21]。C9orf72中的六核苷酸重复扩增是肌萎缩侧索硬化的主要遗传原因[22],Sullivan 等人发现令C9orf72突变或减少可以激活下游的效应蛋白 Rac1,进一步说明了Rac1在肌萎缩侧索硬化中的相关作用。Rac1在参与缺血性卒中病理过程时具有两面性:在损伤的早期,Rac1 信号通路被激活,引起星形胶质细胞的细胞骨架功能改变和迁移[23];在神经元恢复过程中,神经元Rac1激活促再生分子,如p-PAK1、p-MEK1/2、p-ERK1/2等的过度表达,从而提高神经营养因子水平,起到保护脑损伤的作用[24]。在癫痫的相关研究中,Rac1在癫痫动物模型中表达升高,这一现象在颞叶癫痫患者中也得到的证实。Rac1及其下游因子的表达异常,会导致神经元生长锥细胞骨架的异常改变,使得轴突异常生长和神经突触可塑性改变,从而参与癫痫的发生。因此对于Rac1信号通路的深入研究,有助于更好地理解细胞功能和相关疾病的发生机制。尽管以往的研究对于Rac1在癫痫中的致病机制做出了一定的阐释,但将S1PR2/Rac1通路引入癫痫的致病机制中却极为少见。相关研究发现,S1PR2通过下游因子对Rac1起到抑制作用[25],最终导致癫痫的发生发展,即S1PR2通过磷酸化修饰抑制PI3K活性,进而下调Rac1介导的神经元突触过度重塑,最终降低癫痫样放电频率,当S1PR2表达下降时,上述抑制作用将会下降,最终导致癫痫的发生。因此,选择性阻断S1PR2依赖的信号通路可能会导致癫痫易感性增加。
(1)创新的研究现象:癫痫是全球第二大神经系统疾病,对于癫痫发生至今没有有效的预防方法。本项目研究S1PR2基因及其相关炎症通路在癫痫发生发展中的作用,以期进一步揭示癫痫的发病机制和发现新的治疗靶点,真正做到从上游阻断癫痫发生发展,而不再是控制癫痫症状。从基因角度出发,研发治疗癫痫的靶向药物,可改善DRE患者服用多种抗癫痫药物但仍有癫痫发作的窘迫现状,填补国内关于癫痫治疗的基因靶向药物的空白,这一研究内容也是目前未被报道的,因此此项目的“现象”部分具有创新性。
(2)深入的分子机制:本课题结合代谢组学和研究基础结果,创新性的提出S1PR2基因在TLE中的作用机制,前期研究发现SIPR2在TLE大鼠海马和难治性TLE患者颞叶皮质中表达减少,并针对其表达分布情况进行了一系列研究。此外,通过单细胞转录组测序分析发现S1PR2在癫痫患者胶质细胞中特异性高表达,在兴奋性神经元细胞中表达下调。本课题将从动物水平上,探讨S1PR2基因是否通过S1PR2/PI3K/Rac1信号通路导致胶质细胞异常活化增生和神经元存活及兴奋性异常改变来调控免疫炎症,由此促进TLE的发生发展。其中的具体作用机制值得更深入的实验研究。不仅为癫痫发生发展的机制研究提供新的思路,也为颞叶癫痫诊疗提供新的靶点。因本项目的机制部分的关键节点均为组学筛检获得,目前国内外无相关报道,本项目的调控机制是创新的。
(3)贴近临床转化实践:明确S1PR2介导的S1PR2/PI3K/Rac1信号通路在体内的重要性及其作为TLE治疗干预靶点的可行性,有助于发现新的癫痫发病机制,为开发新的治疗策略提供思路。
技术路线:
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图1:探究S1PR2表达变化对小鼠表型的影响
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图2:探究 S1PR2 表达差异及其对于其下游相关 PI3K/Rac1 基因表达的影响
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图3:探究 S1PR2 通过 PI3K/Rac1 参与癫痫的发作与形成
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图4:体外细胞模型佐证S1PR2表达量的改变对小鼠海马神经元兴奋性、形态及下游信号通路等方面的影响
拟解决的关键问题:
(1)S1PR2表达水平的变化对小鼠在癫痫模型中,的行为学表型和神经电生理特性的影响。
(2)S1PR2的表达差异是否通过调控PI3K/Rac1信号通路影响癫痫发作及相关神经病理变化。
(3)S1PR2是否通过直接调控PI3K/Rac1信号通路参与癫痫的发作与形成。
(4)在体外模型中,阐明S1PR2激动或抑制对神经元兴奋性、形态及突触功能的影响,进一步佐证其在癫痫中的作用机制。
预期成果:
利用条件性表达S1PR2小鼠,观察S1PR2对小鼠行为学、病理生理学等方面,来明确其与癫痫发生的相关性;分别通过动物模型及体外细胞模型,验证S1PR2通过PI3K/Rac1通路参与癫痫发生发展,探究S1PR2的关键调控作用,为其成为癫痫治疗的靶点提供一定依据。
本项目预期在SCI收录杂志发表研究论文1篇,其中至少1篇发表于影响因子10分以上或中科院二区的权威杂志,培养硕士研究生2-3名。
2025.06—2025.12
完成S1PR2基因编辑小鼠构建、行为学与电生理初步分析。
2026.01—2026.06
KA诱导癫痫模型建立,完成PI3K/Rac1通路分子互作验证及组织学分析。进行光遗传学干预。
2026.07—2026.12
Rac1基因沉默实验、S1PR2拮抗剂干预,评估癫痫表型逆转效果。
2027.01—2027.06
体外神经元模型验证、数据整合与靶点成药性分析,完成结题报告。
课题组主要成员近年来对癫痫的发病机制、癫痫病灶的定位诊断、难治性癫痫治疗方法进行了相关的基础和临床研究。本团队为攻克TLE,进行了一系列新的治疗靶点的研究,并借助新的分子影像诊断技术探索精准的定位手段。申请人以第一作者或通讯作者发表SCI论文21篇,中文核心期刊论著50余篇,学术成果被ADVANCED FUNCTION ALMATERIALS、APPL PHYS REV等国际知名刊物引用。本课题组前期已经得出结果:SphKl在TLE大鼠海马和难治性TLE患者颢叶皮质中的表达升高,S1PR2在TLE大鼠海马和难治性TLE患者颞叶皮质中的表达减少。SphKl和SIPR2在TLE大鼠海马AST中表达,SphKl和S1PR2在难治性TLE患者颞叶皮质 AST和神经元中表达,且将S1P及其受体的国内外最新相关研究形成综述,进一步明确了SphK1和S1PR2蛋白在神经元细胞及星形胶质细胞中的定位,为S1PR2/Rac1信号通路在癫痫中的治疗提供了新的思路。
其他研究成果如下:(1)已结题的国家自然科学基金《螯合IL-1β单克隆抗体的顺磁性纳米粒子在癫痫诊治中的价值》,已成功应用螯合α-甲基色氨酸(AMT)的MNP功能MRI方法进行癫痫灶定位,实现了螯合IL-1βmAb的MNP对癫痫的靶向治疗,并证实在AMT的主动靶向定位下IL-1βmAb能更好的透过血脑屏障对癫痫病灶进行靶向治疗。(2)山东省自然科学基金《TRPM2-GSK3β-IL-1β信号调控在难治性癫痫中的作用及机制研究》,免疫荧光提示TRPM2主要在在海马神经元高度表达。证实了癫痫发生后可能会导致TRPM2、GSK-3β表达升高,GSK-3β在Ser9位点抑制及Y216位点磷酸化之后活性加强,而干预TRPM2后可逆转癫痫引发的表达变化,可能为DRE提供了新的治疗靶点。(3)筛选了与癫痫发作相关的基因突变的新位点,如ALDH3A2基因的复合杂合突变引起的以癫痫起病的枫糖尿病的姊妹,CNKSR2新发突变引起的X-连锁癫痫失语综合征,SPAST基因新发突变导致家族性遗传性痉挛性截瘫,ADSL基因新发突变导致的腺苷酸琥珀酸裂解酶缺乏症引起的癫痫发作等,首次发现IGSF3是显著上调的蛋白之一,积极构建癫痫动物模型,运用多种分子生物学技术等进一步明确IGSF3参与癫痫发病的具体机制。(4)我们关注到突触传递在癫痫发病机制及癫痫共患病中的重要作用,积极寻找影响癫痫发作中突触功能的关键分子,以SHANK3及SAPAP3为代表进行重点研究。(5)同时关注到癫痫患者的安全性保护方面,发现PF-2545920作为PDE10A的特异性抑制剂,可能诱发癫痫发作,在癫痫及癫痫易感性人群中应避免使用。
【与本项目相关的研究积累】
关于S1PR2在TLE中的作用,我们运用氯化锂-匹罗卡品诱导TLE大鼠模型和收集临床难治性TLE患者手术切除的颞叶皮质,研究SphK1和S1PR2在TLE大鼠海马组织和TLE患者手术切除颞叶皮质中的表达变化及在星形胶质细胞和神经元中的表达情况。部分实验结果如下:
1.SphK1和S1PR2在大鼠海马中的表达情况
1.1 Western blot检测大鼠海马中SphK1和S1PR2的动态表达
Western blot曝光条带如图2A,与对照组相比,SphK1的表达在氯化锂-匹罗卡品诱导TLE后E6h、E1d无明显变化(P>0.05),在急性期(E3d)、潜伏期(E7d)和慢性期(E30d、E56d)海马中表达升高(P<0.05)(图2B);S1PR2在TLE大鼠海马中的表达下降,其中在急性期(E3d)、潜伏期(E7d)和慢性期(E30d,E56d)海马中的表达较对照组下降明显,差异有统计学意义(P<0.05)(图2C)。
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图2. SphK1和S1PR2在大鼠海马中的动态表达注:A:Western blot条带曝光;B:SphK1的相对表达水平;C:S1PR2的相对表达水平;与对照组比较,*P<0.05
1.2 TLE大鼠海马星形胶质细胞活化增生的情况
免疫荧光染色结果显示AST的特异性标志物GFAP呈绿色荧光,DAPI所染细胞核为蓝色荧光,GFAP在TLE大鼠(E7d)海马区高表达,细胞数目较正常大鼠明显增多(P<0.05),GFAP荧光强度明显增强,AST多处于活化状态,正常大鼠AST胞体小、突起纤细,而TLE大鼠(E7d)AST胞体肥大,突起增多且增粗、伸长,呈放射状(如图3)。
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图3. TLE大鼠海马AST活化增生的情况(200×)注:A:大鼠海马区AST的形态;B:大鼠海马区AST的数目比较,与对照组相比,*P<0.05
1.3 SphK1和S1PR2在大鼠海马星形胶质细胞中的表达
免疫荧光染色结果发现SphK1和S1PR2在正常和TLE大鼠(E7d)海马AST中表达(图4)。共聚焦显微镜下观察到SphK1呈红色荧光,GFAP呈绿色荧光,DAPI所染细胞核呈蓝色荧光,合成后可见SphK1在正常大鼠和TLE大鼠海马AST的细胞核中表达(图4A,4B);S1PR2呈红色荧光,GFAP呈绿色荧光,DAPI所染细胞核呈蓝色荧光,合成后可以发现S1PR2在正常大鼠海马AST的细胞核和细胞质中表达(图4C),在TLE大鼠海马AST的细胞质中表达(图4D)。
图4. 免疫荧光染色检测SphK1和S1PR2在大鼠海马AST中的表达(400×)注:A和C:对照组;B和D:癫痫组
2.SphK1和S1PR2在正常和TLE患者颞叶皮质中的表达情况
2.1 SphK1和S1PR2在正常和TLE患者颞叶皮质中的表达变化
免疫组化结果发现SphK1正常和TLE患者颞叶皮层中表达(图5)。在颞叶皮质组织中SphK1阳性细胞呈棕黄色或棕褐色,细胞形态多为圆形和椭圆形,染色均匀(图5A)。与对照组相比,TLE患者颞叶皮层中SphK1阳性细胞数明显增多(图5C),差异有统计学意义(P<0.05)。S1PR2在正常和TLE患者颞叶皮层中表达,主要在细胞质中表达,S1PR2阳性细胞呈棕黄色,细胞形态为椭圆形、圆形或三角形,染色均匀(图5B)。与正常对照组相比,TLE患者颞叶皮层S1PR2阳性细胞数明显减少,差异有统计学意义(P<0.05)。
图5. SphK1和S1PR2在正常和TLE患者颞叶皮质中的表达变化注:A:SphK1在颞叶皮质中的表达(200×);B:S1PR2在颞叶皮质中的表达(100×);C:SphK1阳性细胞数目比较;D:S1PR2阳性细胞数目比较,与对照组相比,*P<0.05
2.2 TLE患者颞叶皮质中星形胶质细胞活化增生情况
免疫荧光染色可观察到GFAP呈绿色荧光,DAPI所染细胞核为蓝色荧光。在正常颞叶皮质中AST突起纤细、分叉较少,GFAP荧光强度较弱;在TLE患者颞叶皮质中,AST突起粗大,分叉多,GFAP荧光强度增强,AST为活化状态。与对照组比较,在TLE患者颞叶皮质中AST数目明显增多,差异有统计学意义(P<0.05)。
图6.TLE患者颞叶皮层AST活化增生情况(200×)注:A:对照组和TLE组颞叶皮质中AST的形态;B:颞叶皮质AST数目比较,与对照组相比,*P<0.05
2.3 SphK1在正常和TLE患者颞叶皮质星形胶质细胞和神经元中的表达
激光共聚焦显微镜下可观察到SphK1在正常和TLE患者颞叶皮质AST和神经元中表达(图7),SphK1呈绿色荧光,GFAP(图7A、6B)和Neun(图7C、6D)呈绿色荧光,DAPI所染细胞核为蓝色荧光。图7A和6B可见SphK1在正常和TLE患者颞叶皮质AST中表达,主要是在胞质中;图7C和6D可见S1PR2在正常和TLE患者颞叶皮质神经元中表达,主要是在胞质中表达。
图7. SphK1在颞叶皮质AST和神经元中的表达注:A和B:SphK1在AST中的表达(400×);C和D:SphK1在神经元中的表达(200×);A和C:对照组;B和D:癫痫组
2.4 S1PR2在正常和TLE患者颞叶皮质星形胶质细胞和神经元中的表达
激光共聚焦显微镜下可观察到S1PR2呈红色荧光,GFAP(图7A、7B)和Neun(图7C、7D)呈绿色荧光,DAPI所染细胞核为蓝色荧光,合成后可见S1PR2在正常和TLE患者颞叶皮层AST和神经元中表达(图8)。图8A和8B可见S1PR2主要在正常颞叶皮质AST的细胞质中表达,而在TLE患者颞叶皮质中,S1PR2主要在AST的细胞核中表达;图8C和8D可见S1PR2在正常和TLE患者颞叶皮质神经元的细胞质中表达。
图8. S1PR2在颞叶皮质AST和神经元中的表达(200×)注:A和B:S1PR2在AST中的表达;C和D:S1PR2在神经元中的表达;A和C:对照组;B和D:癫痫组 
本课题依托单位济宁医学院拥有国际合作实验室(中-英联合分子医学与神经生物学实验室)、医用功能纳米材料合成及转化实验室、神经生物学研究所等30余个研究机构。神经生物学实验室为“山东省高校神经生物学”、“山东省十二五重点实验室”和“山东省十三五重点实验室”。实验室设有专门的分子生物学室、蛋白纯化室、细胞生物学室、细胞培养室(三气培养)、SPF动物房、生理技能学室、行为医学室、大型仪器室等。拥有ABI3500基因测序仪、BGI-100和BGI-500基因测序仪、Stoelting脑立体定位仪、疲劳转棒仪、Morris水迷宫,跳台设备、旷场设备、脑模具、荧光显微镜、SP8激光共聚焦显微镜、实时细胞分析系统、小动物成像系统(IVIS)、全内反射荧光显微镜(TIRF)、生物发光共振能量转移(BRET)、荧光共振能量转移(FRET)、real-timePCR仪、蛋白电泳及转印系统、细胞拉伸仪等分析仪器等。
济宁医学院附属医院是省属综合三级甲等医院,省区域医疗中心。神经内科是山东省医药卫生重点学科,铸就了一支业务精湛、团结协作、积极进取的集医疗、教学和科研为一体的团队,在鲁西南地区神经病学临床工作及基础研究中形成了自己的专业特色。神经内科为山东大学,天津医科大学,山东省中医药大学、济宁医学院硕士学位授予点,近3年来承担国家自然科学基金、省级及厅局级课题30余项。医学影像科是山东省临床重点专科,具备CT、MRI和PET/CT等大型医疗影像设备,特别是新型prisma3.0T科研型磁共振机,同时配备小动物显像线圈及神经功能学专用线圈,搭载先进的智能扫描平台。医学研究中心拥有全细胞膜片钳、透射电镜、在体多通道记录仪、激光共聚焦显微镜、OLMPUSBX40倒置显微镜、BX-51荧光显微镜、美国BD流式细胞仪、德国卡莱CM3000冷冻切片机,质谱仪、活细胞工作站、小动物成像系统(IVIS)、蛋白质纯化层析系统、蛋白质纯化柱、离子交换柱、激光显微切割系统、病理图像成像和分析系统等设备设施。脑组织样本库已经在中国人类遗传资源管理办公室备案(国科遗办审字[2017]1300号)。完全具备完成本项目的硬件条件。

经费预算

开支科目 预算经费(元) 主要用途 阶段下达经费计划(元)
前半阶段 后半阶段
预算经费总额 20000.00 10000.00 10000.00
1. 业务费 10000.00 5000.00 5000.00
(1)计算、分析、测试费 2500.00 1250.00 1250.00
(2)能源动力费 0.00 0.00 0.00
(3)会议、差旅费 2500.00 1250.00 1250.00
(4)文献检索费 2500.00 1250.00 1250.00
(5)论文出版费 2500.00 1250.00 1250.00
2. 仪器设备购置费 0.00 0.00 0.00
3. 实验装置试制费 0.00 0.00 0.00
4. 材料费 10000.00 5000.00 5000.00
结束