济宁医学院 大学生创新创业训练计划管理系统

济宁医学院 创新创业管理系统

详情

漆黄素通过调控Nrf2/MAPK信号通路减轻APAP诱导的小鼠急性肝损伤

申报人：尚永怡 申报日期：2025-03-18

基本情况

2025创新项目
漆黄素通过调控Nrf2/MAPK信号通路减轻APAP诱导的小鼠急性肝损伤 学生申报
创新训练项目
医学
基础医学类
学生自主选题
二年期
肝脏在受到药物、缺血、外源性毒物等因素所致的损害时，会出现急性肝损伤，严重时可致急性肝衰竭并危及生命。对乙酰氨基酚(APAP)是临床上常用的解热镇痛药之一，过量的APAP摄入是导致严重肝损伤最常见的病因之一。漆黄素是一种生物活性黄烷醇，在蔬菜和水果中无处不在，有抗肿瘤、抗氧化、抗炎等多种生理作用，但其在急性肝损伤中的作用尚不清楚。因此，本研究旨在通过APAP诱导小鼠急性肝损伤，结合体内体外实验，利用HE染色、TUNEL染色、ELISA、Western blot等分子生物学技术，研究漆黄素对肝损伤引起的氧化应激和炎症反应的保护作用，以及Nrf2/MAPK信号通路在其中发挥的作用，为其临床应用提供理论依据。
参加多项科研项目，发表SCI1篇，获得第十届全国大学生基础医学创新研究暨实验设计论坛校级一等奖,已学会造模，HE染色，Western blot和Elisa等技术。
济宁医学院贺林院士新医学临床转化工作站科研基金（JYHL2022MS19）
文献检索、课题设计、实验方法指导。
校级

项目成员

序号 学生 所属学院 专业 年级 项目中的分工 成员类型
尚永怡 医学影像与检验学院 医学影像学（本科） 2023 课题设计
王子越 临床医学院（附属医院） 临床医学(本科) 2023 Western blot
杨梦涵 临床医学院（附属医院） 临床医学（本科-临床医学院） 2022 细胞培养
董潞莹 临床医学院（附属医院） 临床医学(本科) 2023 Elisa
许昊 临床医学院（附属医院） 临床医学（本科-临床医学院） 2022 HE染色
李玥瑶 中西医结合学院 针灸推拿学（本科） 2023 造模

指导教师

序号 教师姓名 所属学院 是否企业导师 教师类型
李晓琎 基础医学院 否
史才兴 基础医学院 否

立项依据

肝病是一个全球性的健康问题，尤其是急性肝损伤与高死亡率相关[1]。药物性肝损伤是临床上常见的急性肝损伤之一，引起药物性肝损伤的最常见的原因是过量使用对乙酰氨基酚[2]。目前，临床上对于对乙酰氨基酚引起的急性肝损伤只有 N-乙酰半胱氨酸一种治疗药物，但是 N-乙酰半胱氨酸对于晚期的患者作用较弱[3]。因此，通过对APAP诱导的肝损伤发病机制的研究，寻找有效减轻肝损伤导致的氧化应激和炎症反应的药物对肝损伤的治疗具有重要意义。
1.漆黄素对APAP诱导的小鼠急性肝损伤的保护作用

本实验利用C57小鼠腹腔注射APAP构建肝损伤小鼠模型，漆黄素口服灌胃治疗，检测小鼠血清中谷丙转氨酶（ALT）和谷草转氨酶（AST）的活力单位，探讨漆黄素对小鼠血清中酶的影响。酶联免疫吸附法测定血清中肿瘤坏死因子-α(TNF-α)、白细胞介素-1β(IL-1β）和白细胞介素﹣6(IL -6）水平。通过HE染色观察肝脏组织变化。TUNEL染色检测肝细胞凋亡情况。酶法测定肝脏氧化应激标志物SOD、MDA、GSH；ELISA检测小鼠血清炎症因子。Western blot 法检测肝组织中通路蛋白Nrf2、NQO1、HO-1、p38、p-p38、p-JNK 和 JNK蛋白的表达情况。

1.1动物分组与给药

取32只C57小鼠，将其随机分为4组，对照组、模型组、漆黄素治疗组（20 mg/kg和80 mg/kg），将小鼠饲养在温度、湿度、光线适宜的室内，并且在整个实验期间可以自由获得食物和水。漆黄素治疗组小鼠7d连续漆黄素灌胃治疗（20 mg/kg和80 mg/kg，溶于羧甲基纤维素钠），除对照组外其余三组小鼠腹腔注射APAP(400 mg/kg)。

1.2实验样本采集

实验结束后，收集小鼠的腹主动脉血和肝脏样本并进行保存用于实验检测，并将小鼠腹主动脉取出的血液室温下自然凝集30-60分钟，待血液凝固，以3000r/min的速度离心10分钟，取上清液放置-20℃冷冻保存。肝脏样本放置-80℃冷冻保存。

1.3实验方法

1.3.1检测小鼠肝指数

取小鼠肝脏，洗净，称重。小鼠肝指数（%)＝肝质量／体质量x100%

1.3.2检测小鼠血清中谷丙转氨酶（ALT）和谷草转氨酶（AST） 含量

采集小鼠血液，室温静置 1 h。4℃ 3000 r·min-1 离心 15 min，收集上清。在进行测定之前，先测定ALT、AST标准曲线，根据ALT、AST测试盒说明书，在波长520 nm处求得相应的ALT、AST 活力单位。

1.3.3 Elisa 检测小鼠血清 TNF-α 、IL-1β 、IL-6 水平
取血清，按试剂盒说明检测血清TNF-a、IL-1β、IL-6浓度。

1.3.4苏木精﹣伊红（hematoxylin-eosin,HE）染色观察肝组织病理切片
取适量肝组织，固定，包埋，石蜡切片，HE染色，光镜下观察各组病理变化，拍照。

1.3.5 TUNEL染色
对石蜡切片进行处理。根据TUNEL染色试剂盒说明书滴加20μg/ml不含DNase的蛋白酶K，20-37℃作用15-30分钟。用PBS洗涤3次。在PBS配制的3%过氧化氢溶液中室温孵育20分钟，以灭活切片内源的过氧化物酶。后用PBS或HBSS洗涤3次。在样品上加50μL生物素标记液，37℃避光孵育60分钟。洗涤切片后滴加0.1-0.3ml标记反应终止液，室温孵育10分钟。滴加DAB显色液，室温孵育5-30min，在光学显微镜下观察结果。

1.3.6 测定肝脏氧化应激标志物
按照试剂盒的说明书的步骤进行肝组织的 MDA 含量、SOD 和 GSH 活性的测定。依据说明书要求对肝脏样品的蛋白浓度进行校准。测定结束后按说明书方法计算各指标数值。

1.3.7Western blot 法检测肝组织中通路相关蛋白表达
使用蛋白质进行制胶，后进行电泳实验，制备1000 ml电泳液，其中加入样品5-10 μl和蛋白marker 3μl,设置对照，电压300 V 20分钟，进行转膜实验，采用湿转移，加满电转液120 V 20分钟，将其取出，加入合适稀释浓度的一抗和二抗孵育1h，最后加入WB显影剂，采用显影曝光，使凝胶成像并保存，便于观察分析。

2.漆黄素对对APAP引起肝细胞株损伤模型的保护作用

2.1 细胞培养与分组

细胞培养：大鼠正常肝BRL细胞培养于10%胎牛血清的DMEM高糖培养基中，于37℃，5% CO2的湿化气氛中孵育，24 h换液，细胞融合达 75%~80%后用0.25%的胰蛋白酶消化传代培养或 用于实验。
分组方法：将肝细胞株随机分为4组，分别为对照组、APAP组、漆黄素干预组（20 μmol/L，80 μmol/L），每组至少设3个复孔。对照组：始终处以含10%胎牛血清的完全培养基。APAP 组：给予含10 mmol/LAPAP的完全培养基作用18 h。漆黄素干预组：先分别用漆黄素（20 μmol/L和80 μmol/L）完全培养基预处理2 h后，再用含10 mmol/L APAP和漆黄素（20 μmol/L和80 μmol/L）的完全培养基继续培养18 h。

2.2细胞标本采集以及检测方法

2.2.1 肝细胞形态观察

吸弃24孔板中培养基，PBS冲洗细胞3次，每次5min，用4%多聚甲醛固 定各组爬片细胞，PBS冲洗3次，每次5min，用中性树胶将细胞爬片固定于载玻片上苏木精-伊红（HE）染色观察肝细胞形态变化。

2.2.2 ALT、AST测定

将收集好的细胞用等渗生理盐水溶液清洗1-2次，1000r/min，离心10min，弃上清，留细胞沉淀加入生理盐水，冰水浴条件下制备匀浆液，根据ALT、AST检测试剂盒说明书对肝细胞匀浆液进行测定。

2.2.3 SOD、GSH和MDA含量检测

按试剂盒 说明书操作，用比色法检测细胞匀浆中SOD、GSH和MDA的含量。

2.2.4 ELISA法测定细胞炎性因子水平

取细胞培养上清，3000 g离心10 min，去除沉淀物根据试剂盒说明书测定炎性细胞因子TNF-α，IL-6，IL-1β水平。

2.2.5 MTT法测定细胞活力

根据MTT检测盒说明书进行操作，取出带有肝细胞株的孔板，弃去孔内培养基，避光加入5 mg/mL的MTT溶剂，每孔加入10 μL,将孔板至于二氧化碳培养箱中孵育4 h，形成蓝色甲臜结晶，孵育完成后取出孔板，弃去上清，每孔加入100 μL的DMSO溶液，震荡10 min,在570 nm处检测其吸光度。

2.2.6 肝细胞模型相关蛋白质检测

Westen blot检测各组肝细胞株中Nrf2、NQO-1、HO-1、p38、p-p38、p-JNK 和 JNK蛋白的表达情况。
MAPK信号通路和Nrf2信号通路与肝损伤关系密切。MAPK信号通路包括ERK、JNK和p38 MAPK等亚家族，可被多种细胞外刺激激活，将信号从细胞表面传递到细胞核，调控基因表达、细胞增殖、分化、凋亡等。在肝损伤时，氧化应激、炎症因子等可激活MAPK信号通路。适度激活ERK通路可促进肝细胞的增殖和修复，有助于肝损伤后的恢复。但过度或持续激活JNK和p38 MAPK通路，会诱导肝细胞凋亡、促进炎症反应，加重肝损伤。Nrf2信号通路是细胞内重要的抗氧化应激通路急性肝损伤时会产生大量活性氧物质，Nrf2可激活超氧化物歧化酶、谷胱甘肽过氧化物酶等抗氧化酶基因的表达，还可诱导HO - 1、NQO1等抗氧化酶的表达，清除自由基减轻氧化应激对肝细胞的损伤。由Nrf2介导的抗氧化酶的协同上调已被广泛证明可显著减轻肝损伤，突出了其在治疗以氧化应激为特征的肝脏疾病方面的巨大治疗潜力。

1急性肝损伤

1.1急性肝损伤概述

肝脏是人体不可或缺的重要器官，在机体的生理过程中扮演着极为关键的角色，不仅承担着合成与代谢的基础功能，还具备强大的解毒能力，也是机体免疫防御系统的重要组成部分[4]。肝脏在受到药物、缺血、外源性毒物等因素所致的损害时，会出现急性肝损伤（acute liver injury，ALI），严重时可致急性肝衰竭并危及生命[5]。对乙酰氨基酚(acetaminophen, APAP)是临床上常用的解热镇痛药之一，过量的APAP摄入是导致严重肝损伤最常见的病因之一[6]。临床中，N-乙酰半胱氨酸是治疗APAP所致急性肝损伤唯一被认可的药物，但对晚期患者疗效有限。因此，深入研究APAP诱导肝损伤的发病机制意义重大，筛选出能有效减轻肝损伤引发的氧化应激和炎症反应的药物，对提升该病治疗水平、改善患者预后有重要意义。

1.2急性肝损伤病因

ALI由药物、酒精、化学毒素和病毒等多种因素诱，以炎症反应、氧化应激和坏死为特征[7]。常见的毒性物质主要有四氯化碳[8]（CCl4）、对乙酰氨基酚[9]（APAP）和刀豆蛋白 [10]（Con A）,通过氧化应激、炎症反应等作用导致肝损伤。 其中，APAP诱导的肝损伤主要通过肝脏代谢过程中产生有毒的代谢物N-乙酰对苯醌亚胺（N-acetyl-p-benzoquinone imine, NAPQI）来实现，过量的NAPQI不仅消耗肝细胞内的GSH，还导致活性氧（ROS）的过量产生引发氧化应激，导致肝细胞损伤和炎症反应[11]。因此，迅速消除过量的 ROS 对于减轻氧化损伤和加速受损肝细胞的修复至关重要。过量ROS、脂质过氧化诱导的氧化应激是急性肝损伤的重要中毒机制[12]。

1.3急性肝损伤治疗

急性肝衰竭目前最有效的治疗方法为肝移植；然而，供体肝的缺乏、移植禁忌症较多、移植后排斥、免疫抑制剂的长期使用、术后并发症的高发生率和难以承受的经济成本限制了其临床应用[13]。中药在治疗肝损伤时，大部分中药单体是通过提前给药对肝进行预保护，也有小部分中药单体是对肝损伤有治疗作用[14]。中药单体的抗肝损伤机制研究大多局限于动物和细胞实验，缺乏临床实验研究，仍需进一步加强。

2 漆黄素

漆黄素是一种天然的类黄酮多酚化合物，又称为漆黄酸、非瑟酮、非瑟素、紫铆素，为黄色结晶粉末，广泛存在于坚果、水果、蔬菜和黄栌、漆树等天然植物中[15, 16]。越来越多的证据表明，漆黄素具有多种生物活性，包括抗氧化、抗炎、抗癌、抗血管生成、抗衰老和神经保护等特性，药用价值高，具有广阔的应用前景[17-19]。Li等[20]研究发现漆黄素治疗可通过激活 SIRT1/Nrf2 信号通路减轻心功能不全、改善心肌纤维化、减轻大鼠心脏肥大以及通过逆转 GPX4 水平的下降来抑制铁死亡，从而显著减轻阿霉素诱导的心脏毒性。Zhang等[21]发现漆黄素通过NOX/ROS/MAPK通路抑制人真皮成纤维细胞和人表皮角质形成细胞中紫外线 A诱导的损伤。Qian等[22]研究发现，漆黄素通过激活Nrf2的核转位以发挥抗氧化应激能力，并影响下游抗氧化酶HO-1、GPX4和其他铁死亡相关标志物的表达，增强糖尿病肾病（DN）小鼠的抗氧化应激能力，并减轻高糖诱导的小鼠足细胞损伤和链脲佐菌素（STZ）诱导的 DN。还有研究发现漆黄素作为Nrf2激活剂可有效消除C2C12 成肌细胞中氧化应激介导的损伤[23]。Liu等[24]发现漆黄素通过抑制MAPK介导的炎症信号通路和激活NRF2介导的抗氧化信号通路减轻深静脉血栓。此外，还有研究[25]发现漆黄素可以下调AKT和MAPK通路的表达，以避免癌细胞增殖并增强细胞凋亡。Liu等[26]研究发现，漆黄素可以通过抑制NF-κB和MAPK信号通路显著抑制棕榈酸诱导的心肌促炎细胞因子肿瘤坏死因子-α（TNF-α）、白细胞介素-6（IL-6）和白细胞介素-1 β（IL-1β）水平来调节心脏炎症，从而治疗肥胖心肌病。summernote-img
     科学假说机制图
综上所述，漆黄素在多种疾病中能够通过激活Nrf2信号通路和抑制MAPK信号通路起到治疗作用，但漆黄素在APAP诱导的急性肝损伤中是否通过上述机制发挥作用尚不清楚。因此，本研究拟通过体内体外肝损伤模型，探讨漆黄素是否能够通过激活 Nrf2信号通路降低肝脏氧化应激，以及通过抑制MAPK信号通路减轻炎症反应，从而减轻APAP诱导的急性肝损伤。

参考文献
[1] Taub R. Liver regeneration: from myth to mechanism[J]. Nat Rev Mol Cell Biol, 2004,5(10):836-847.
[2] 杨慧. 负载漆黄素的纳米药物制备及其对小鼠急性肝损伤的保护作用研究[D]. 青岛科技大学, 2022.
[3] Zyoud S H, Awang R, Sulaiman S A S, et al. Effects of delay in infusion of N-acetylcysteine on appearance of adverse drug reactions after acetaminophen overdose: a retrospective study[J]. Pharmacoepidemiol Drug Saf, 2010,19(10):1064-1070.
[4] Weaver R J, Blomme E A, Chadwick A E, et al. Managing the challenge of drug-induced liver injury: a roadmap for the development and deployment of preclinical predictive models[J]. Nat Rev Drug Discov, 2020,19(2):131-148.
[5] Jaeschke H, Akakpo J Y, Umbaugh D S, et al. Novel Therapeutic Approaches Against Acetaminophen-induced Liver Injury and Acute Liver Failure[J]. Toxicol Sci, 2020,174(2):159-167.
[6] Jaeschke H, Ramachandran A. Acetaminophen Hepatotoxicity: Paradigm for Understanding Mechanisms of Drug-Induced Liver Injury[J]. Annu Rev Pathol, 2024,19:453-478.
[7] Peng Z, Gong X, Yang Y, et al. Hepatoprotective effect of quercetin against LPS/d-GalN induced acute liver injury in mice by inhibiting the IKK/NF-kappaB and MAPK signal pathways[J]. Int Immunopharmacol, 2017,52:281-289.
[8] Ju H, Hu K, Zhao G, et al. Design, Preparation, and Characterization of Dioscin Nanosuspensions and Evaluation of Their Protective Effect against Carbon Tetrachloride-Induced Acute Liver Injury in Mice[J]. Evid Based Complement Alternat Med, 2019,2019:3907915.
[9] Gao Z, Yi W, Tang J, et al. Urolithin A protects against acetaminophen-induced liver injury in mice via sustained activation of Nrf2[J]. Int J Biol Sci, 2022,18(5):2146-2162.
[10] 单莹莹, 王佳烨, 王晓丽, 等. Con A建立小鼠急性免疫性肝损伤模型研究[J]. 北华大学学报(自然科学版), 2019,20(01):55-58.
[11] Shu Y, He D, Li W, et al. Hepatoprotective Effect of Citrus aurantium L. Against APAP-induced Liver Injury by Regulating Liver Lipid Metabolism and Apoptosis[J]. Int J Biol Sci, 2020,16(5):752-765.
[12] 徐安琦, 艾多, 马丞飞, 等. 特丁基对苯二酚对氮芥诱导小鼠急性肝损伤的保护作用及机制[J]. 华南国防医学杂志, 2022,36(11):845-852.
[13] 韩鲁祥. 人肝源性干细胞外泌体对ConA诱导的小鼠急性肝损伤的保护作用研究[D]. 济宁医学院, 2022.
[14] 赖嘉文, 徐丽静, 姚元谦, 等. 中医药介导相关信号通路治疗肝衰竭的研究进展[J]. 中国实验方剂学杂志, 2024,30(07):272-280.
[15] Trzeciak A, Pietropaoli A P, Kim M. Biomarkers and Associated Immune Mechanisms for Early Detection and Therapeutic Management of Sepsis[J]. Immune Netw, 2020,20(3):e23.
[16] 刘世昊, 彭鑫, 魏志恒, 等. 漆黄素药理作用研究进展[J]. 常熟理工学院学报, 2024,38(05):47-53.
[17] Lorthongpanich C, Charoenwongpaiboon T, Supakun P, et al. Fisetin Inhibits Osteogenic Differentiation of Mesenchymal Stem Cells via the Inhibition of YAP[J]. Antioxidants (Basel), 2021,10(6).
[18] Molagoda I M N, Jayasingha J A C C, Choi Y H, et al. Fisetin inhibits lipopolysaccharide-induced inflammatory response by activating beta-catenin, leading to a decrease in endotoxic shock[J]. Sci Rep, 2021,11(1):8377.
[19] Rengarajan T, Yaacob N S. The flavonoid fisetin as an anticancer agent targeting the growth signaling pathways[J]. Eur J Pharmacol, 2016,789:8-16.
[20] Li D, Liu X, Pi W, et al. Fisetin Attenuates Doxorubicin-Induced Cardiomyopathy In Vivo and In Vitro by Inhibiting Ferroptosis Through SIRT1/Nrf2 Signaling Pathway Activation[J]. Front Pharmacol, 2021,12:808480.
[21] Jang H, Kim G, Kim J, et al. Fisetin Inhibits UVA-Induced Expression of MMP-1 and MMP-3 through the NOX/ROS/MAPK Pathway in Human Dermal Fibroblasts and Human Epidermal Keratinocytes[J]. Int J Mol Sci, 2023,24(24).
[22] Qian X, Lin S, Li J, et al. Fisetin Ameliorates Diabetic Nephropathy-Induced Podocyte Injury by Modulating Nrf2/HO-1/GPX4 Signaling Pathway[J]. Evid Based Complement Alternat Med, 2023,2023:9331546.
[23] Park C, Cha H, Kim D H, et al. Fisetin Protects C2C12 Mouse Myoblasts from Oxidative Stress-Induced Cytotoxicity through Regulation of the Nrf2/HO-1 Signaling[J]. J Microbiol Biotechnol, 2023,33(5):591-599.
[24] Liu H, Lu Q. Fisetin Alleviates Inflammation and Oxidative Stress in Deep Vein Thrombosis via MAPK and NRF2 Signaling Pathway[J]. Int J Mol Sci, 2024,25(7).
[25] Zhang L, Huang Y, Zhuo W, et al. Fisetin, a dietary phytochemical, overcomes Erlotinib-resistance of lung adenocarcinoma cells through inhibition of MAPK and AKT pathways[J]. Am J Transl Res, 2016,8(11):4857-4868.
[26] Liu X, Zhu J, Li C, et al. Alleviation of obesity cardiomyopathy by Fisetin through the inhibition of NF-kappaB/MAPK signaling[J]. Int Immunopharmacol, 2025,151:114319.

1、急性肝损伤是有多种因素导致的肝脏功能损伤和失代偿，目前尚无特别有效的治疗方法，本项目表明漆黄素可以通过降低炎症和抑制氧化应激来减轻肝损伤，为临床应用漆黄素治疗肝损伤提供理论依据。
2、肝脏炎症反应与多种细胞信号通路有关。本项目系统阑明了漆黄素可能通过调控Nrf2/MAPK信号通路的激活从而减轻肝损伤，为其临床应用提供了一定的理论依据。
1 技术路线
1.1体内实验技术路线summernote-img
1.2体外实验技术路线summernote-img

2 拟解决的问题

2.1 明确漆黄素对急性肝损伤有保护作用。
2.2 证实漆黄素能够减轻急性肝损伤引起的氧化应激和炎症反应。
2.3 阐明漆黄素通过调控Nrf2/MAPK信号通路减轻急性肝损伤。

3 预期成果
      通过测定血清ALT、AST含量，HE染色观察肝脏病理变化，TUNEL染色测算细胞凋亡率，酶联免疫（ELISA）法测定血清中肿瘤坏死因子-α（TNF-α），白细胞介素-6（IL-6），白细胞介素-1β（IL-1β）水平。 Western blot 法检测肝组织中Nrf2/MAPK通路相关蛋白表达。本项目证明了漆黄素对肝脏具有保护作用，其作用机制可能与调控Nrf2/MAPK信号通路有关，为漆黄素应用于临床治疗急性肝损伤提供了理论依据。
2025.3-2025.5
（1）查阅文献，学习实验方法，设计课题。
2025.6-2025.08
（1）购置所需的药品和化学试剂、实验小鼠、细胞株、实验耗材
（2）将动物进行分组并饲养，做好实验准备
2025.09-2026.02
（1）漆素治疗组（20m/kg和80mg/kg）连续7d漆黄素灌胃治疗
（2）除对照组外均建造APAP模型组、进行肝细胞培养
（3）研究漆黄素对APAP诱导的小鼠急性肝损伤有保护作用
2026.03-2026.08
（1）研究漆黄素对APAP引起的肝细胞株损伤有保护作用
（2）整理实验结果，并撰写实验性论文，准备结题相关事项。
1.1漆黄素对APAP诱导的肝损伤小鼠脏器指数的影响

与对照组相比，模型组小鼠肝指数显著上升，差异具有统计学意义（P<0.01)，与模型组相比，漆黄素低、高剂量治疗组脏器指数显著下降，差异具有统计学意义（P<0.05)。结果见图1。summernote-img
图1 漆黄素对APAP诱导的肝损伤小鼠脏器指数的影响

1.2漆黄素对APAP诱导的肝损伤小鼠肝组织病理影响

正常组肝组织结构完整，肝小叶结构清晰，肝索排列整齐。模型组肝组织结构紊乱，可见大面积坏死和炎症细胞浸润，低、高剂量漆黄素处理使坏死和炎症细胞浸润程度减轻，损伤明显改善。结果见图2。summernote-img
图2 漆黄素对APAP诱导的肝损伤小鼠肝组织病理影响

1.3漆黄素对APAP诱导的肝损伤小鼠血清ALT、AST的影响

与对照组相比，模型组小鼠血清ALT、AST显著上升，差异具有统计学意义（P<0.01)，与模型组相比，漆黄素低、高剂量治疗组血清ALT、AST显著下降，差异具有统计学意义（P<0.01)。结果见图3。summernote-img
图3 漆黄素对APAP诱导的肝损伤小鼠血清ALT、AST的影响

1.4漆黄素对APAP诱导的肝损伤小鼠肝细胞凋亡的影响

TUNEL染色显示，与对照组相比，模型组小鼠肝细胞凋亡上升，与模型组相比，漆黄素低、高剂量治疗组肝细胞凋亡显著下降。结果见图4。summernote-img
图4 漆黄素对APAP诱导的肝损伤小鼠肝细胞凋亡的影响
1.理论和实验依据充分

本课题组对漆黄素开展了广泛的药理学研究，前期研究发现漆黄素通过抗炎、抗氧化
对小鼠肝缺血再灌注损伤有很好的保护作用，同时发现APAP诱导的小鼠急性肝损伤发病机制与炎症反应和氧化应激关系密切。所以本研究的重点在于将漆黄素的抗氧化、抗炎作用与APAP诱导的小鼠急性肝损伤治疗联系起来，分析漆黄素对APAP诱导的小鼠急性肝损伤的保护作用及机制。

2 .实验方法可靠可行

本课题组所在实验室已经成功建立了实验室标准操作规程，有着较好的研究经验。对急性肝损伤动物模型的建立以及炎症相关细胞因子的检测、信号转导通路的检测、蛋白表达转录前后调节影响等分子生物学技术与方法已十分成熟和稳定，为课题的顺利实施奠定了基础。指导老师科研经验丰富，主要成员经长期合作，配合默契，能确保项目顺利进行。

3. 实验条件有保障

本课题组所在的学校科研条件良好，学科拥有校级重点实验室——新药研究与临床应用实验室，配有动物实验室、生化检测室、细胞培养室和分子生物学实验室等多个科研实验室。我校实验动物中心具有经省有关部门认证的 SPF 级动物实验和饲养条件，可提供实验所需的合格实验动物饲养环境。实验室配备了体内外药效学研究的设备和药理分子机理研究所需的仪器和设备，包括Western Blots 相关仪器、real-time PCR 仪、流式细胞仪、Gene Genius 全自动凝胶成像分析系统、激光共聚焦显微镜等，能够有效地保证实验的顺利进行。

经费预算

开支科目 预算经费（元） 主要用途 阶段下达经费计划（元）
前半阶段 后半阶段
预算经费总额 6500.00 无 3500.00 3000.00
1. 业务费 3000.00 无 0.00 3000.00
（1）计算、分析、测试费 1000.00 无 0.00 1000.00
（2）能源动力费 0.00 无 0.00 0.00
（3）会议、差旅费 0.00 无 0.00 0.00
（4）文献检索费 500.00 无 0.00 500.00
（5）论文出版费 1500.00 成果发表 0.00 1500.00
2. 仪器设备购置费 0.00 无 0.00 0.00
3. 实验装置试制费 0.00 无 0.00 0.00
4. 材料费 3500.00 购买试剂 3500.00 0.00
结束

用户单位： 济宁医学院        

版权所有： 南京先极科技有限公司        

访问量：0001176301