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解脂耶氏酵母菌丝形成相关基因的筛选及鉴定

申报人:聂天韵 申报日期:2025-03-17

基本情况

2025创新项目
解脂耶氏酵母菌丝形成相关基因的筛选及鉴定 学生申报
创新训练项目
理学
生物科学类
学生来源于教师科研项目选题
二年期
解脂耶氏酵母(Yarrowia lipolytica)是一种二型性真菌,其形态可以在酵母型和菌丝型之间进行相互转换,以更好的适应外界环境的改变。该酵母生存环境较广,对底物的利用能力较强,这与其独特的抗逆性和完整菌丝形成能力密切相关。目前对解脂耶氏酵母的菌丝形成调控机制研究的较少,还没有形成完整的调控网络,很多参与调控的基因尚未发现。本研究拟采用转座子zeta介导的随机插入突变,从野生型菌株中筛选出菌丝形成能力发生改变的菌株,通过Tail-PCR鉴定突变基因并对突变基因的功能进行研究,旨在寻找新的能参与调控菌丝形成的基因并探究其发挥功能的作用方式,以进一步丰富解脂耶氏酵母中菌丝形成调控网络,对提出新的可能的菌丝形成调控机制具有非常重要的意义。
项目负责人于2024年4月开始在指导老师所在实验室开展相关实验研究,已熟练掌握相关实验操作,有一定的理论基础和操作基础,可以保障项目的顺利实施。
解脂耶氏酵母双极出芽地标蛋白的鉴定和功能研究,国家自然科学基金青年基金,2016.01-2018.12,主持,已结题。
解脂耶氏酵母双极出芽关键蛋白YlBud3的调控因子、下游效应分子及功能的鉴定,济宁医学院贺林院士医学转化工作站项目,2020.01-2022.12,主持,已结题。
指导老师对该项目提供理论指导,技术支持及部分资金支持。
省级

项目成员

序号 学生 所属学院 专业 年级 项目中的分工 成员类型
聂天韵 公共卫生学院 预防医学(本科) 2023 负责项目的整体计划与实施
熊人祚 精神卫生学院 精神医学(本科) 2022 基因敲除相关实验
全雅萍 临床医学院(附属医院) 临床医学(本科) 2024 突变体的筛选
路雅琪 临床医学院(附属医院) 临床医学(本科) 2024 显微镜的观察
王嘉仪 康复医学院 康复治疗学(本科) 2022 突变体的鉴定

指导教师

序号 教师姓名 所属学院 是否企业导师 教师类型
李运清 基础医学院

立项依据

(1)通过随机插入突变寻找解脂耶氏酵母中新的可能参与调控菌丝形成的基因,并通过基因敲除和过量表达的方法研究该基因在菌丝形成和极性生长等生物过程中的功能。

(2)探究筛选到的基因与其它已知的参与调控菌丝形成的基因的相互作用关系,以进一步完善解脂耶氏酵母中菌丝形成的分子调控通路,丰富二型性真菌的形态转化调控机制。

(1)突变基因的鉴定
       利用转座子zeta介导的随机插入突变技术,在解脂耶氏酵母中构建插入突变基因库。通过观察菌落形态,筛选出菌落形态显著异常的突变株(如菌落表面光滑度改变、褶皱程度增加等),初步鉴定为疑似细胞形态发生改变的菌株,对其进行显微镜观察,进一步筛选出菌丝形成能力发生改变的菌株。
对筛选出的细胞形态显著异常的突变株,采用热不对称交错PCR(Thermal asymmetric interlaced PCR, Tail-PCR)技术精确定位插入突变位点,鉴定介导形态发生改变的关键基因。通过基因回补实验验证候选基因的功能,即在突变株中回补野生型基因,观察其是否能够恢复正常的菌落形态,从而确认关键基因在形态调控中的作用。
(2)突变基因的功能研究
       将突变基因确定为候选基因,通过基因敲除的方法进一步研究该基因的功能,观察候选基因缺失后对细胞的生长现象、细胞形态、菌丝形成及极性生长的影响,判断其可能参与的细胞生物学过程。为进一步探究候选基因的功能,我们还将构建该基因的过量表达突变株,检测过量表达突变株的菌丝形成及各项细胞生物学功能,进一步明确该基因在解脂耶氏酵母中的多种细胞生物学过程中的功能。
(3)菌丝形成调控网络的探索
       构建候选基因编码蛋白的绿色荧光蛋白(Green fluorescent protein,GFP)的融合蛋白在一系列有菌丝形成缺陷的菌株中进行表达,观察该融合蛋白的定位是否受到影响;另一方面,在其缺失突变体中观察其它菌丝形成相关蛋白的定位是否发生改变,以判断这些蛋白之间的相互作用关系,完善解脂耶氏酵母菌丝形成的调控网络。
(1)真菌的二型性转换
       很多真菌既能形成卵圆型的单个的酵母形态细胞,也能形成由伸长的多细胞组成的菌丝或者假菌丝,它们的细胞能在这几种形态之间进行相互转换,称为二型性转换[1]这种细胞形态的转换可以由多种环境因子诱导产生,如温度、氮源的丰富与否及pH等,它可以帮助真菌更好的适应外界环境的改变[2]。真菌的二型性转换不仅可以作为研究细胞分化的一个模型,还因为它对于很多致病性真菌的致病性是重要的,对其调控机制的研究具有重要的科学价值。
       目前对真菌二型性转换的分子调控机制的研究主要集中在酿酒酵母(Saccharomyces cerevisiae)和白色念珠菌中(Candida albicans)并已经基本形成一个完整的网络[3]。但这两个物种中的分子调控通路差距较大,例如在酿酒酵母中形态转换需要两条独立的信号调控通路协同作用:一条通路为丝裂原蛋白激酶通路(MAPK 通路),另一条通路为 cAMP 依赖的蛋白激酶 A 通路(cAMP-PKA 通路)。这两条信号通路可以接收外界信号指导细胞在酵母型和假菌丝型之间进行相互转换,以更好的适应外界环境的改变[4]。在白色念珠菌中,虽然也存在这两条信号通路,但其这两条信号通路的组成蛋白与酿酒酵母差距较大,表现为调控更复杂,参与的蛋白更多。此外在白色念珠菌中还存在其它的信号通路参与调控菌丝的形成,如pH信号通路,Czf1介导的信号通路、Cph2介导的信号通路以及一些负调控因子[5]。总之,白色念珠菌中参与调控形态转换的信号通路比酿酒酵母要复杂很多,这可能与白色念珠菌能形成真正的菌丝,而酿酒酵母只能形成假菌丝是相关的。但这两种酵母的菌丝调控方式哪一个更具有普遍意义,更能代表大部分的二型性真菌的菌丝形成调控机制呢?带着这个疑问,我们选择了一种在进化上与酿酒酵母和白色念珠菌亲缘关系都较远的非常规酵母——解脂耶氏酵母,试图通过探究该酵母的菌丝形成的分子调控机制,初步解答这一问题。
(2)解脂耶氏酵母及二型性转换
       解脂耶氏酵母是与酿酒酵母亲缘关系较远的一种酵母菌,它与酿酒酵母及白色念珠菌一样,也是一种二型性酵母,它的细胞能够在酵母形态、假菌丝形态和菌丝形态之间进行相互转换(图1.A)。解脂耶氏酵母的菌丝长约几毫米,宽约3~5 μm,细胞之间有隔膜,每一节菌丝都含有一个细胞核。有些菌丝尖端的细胞长度可以超过100 μm,但每一节菌丝的长度只有50~70 μm[6]。值得注意的是,解脂耶氏酵母每一节菌丝间的隔膜上都含有一个微小的中心孔,可以方便内质网通过这个小孔从上一节菌丝延伸到下一节菌丝中,这与其它菌丝型的酵母明显不同。而且不同形态的解脂耶氏酵母细胞在固体平板上所形成的菌落形态也是不一样的,因此在实验中可以直接通过观察菌落形态来筛选菌丝形成增强或者减弱的突变体(图1.B)[7]
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图1 解脂耶氏酵母的细胞可以形成不同的形态
A.与白色念珠菌类似,在不同的培养条件下,解脂耶氏酵母细胞可以形成不同的细胞形态:酵母形态、假菌丝形态和真菌丝形态。
B.不同细胞形态的解脂耶氏酵母在固体平板上所形成的菌落形态不同,菌丝形成能力减弱的菌株形成光滑的菌落,而菌丝形成能力增强的菌株形成粗糙的菌落。B图引自参考文献[7]

       自然界中的解脂耶氏酵母细胞以酵母形态和菌丝形态混合存在,但在某些特定条下,大部分解脂耶氏酵母细胞可以以其中一种状态存在。与白色念珠菌类似,解脂耶氏酵母的菌丝形成也受到很多因素影响,比如碳源、氮源、血清、pH值、热休克、cAMP以及环境中一些其它的化合物等[8]。目前尚不清楚它们是如何发挥影响菌丝形成的作用以及信号是怎样传递到细胞核内的。
       对解脂耶氏酵母菌丝形成相关基因的功能研究中,早期是由酿酒酵母和白色念珠菌的 MAPK 通路和 cAMP-PKA 通路中的蛋白出发,通过同源比对找出解脂耶氏酵母的同源蛋白,进行分析检测二型性相关功能[9]。随着研究的深入,发现在解脂耶氏酵母中存在这两条通路以外的基因控制着二型性的转变,并把在解脂耶氏酵母、酿酒酵母及白色念珠菌中发 现的与二型性相关的基因分为三类:第一类是至少在酿酒酵母和白色念珠菌中都存在基因;第二类是酿酒酵母或白色念珠菌中存在,但是不在解脂耶氏酵母中存在的控制二型性的基因;第三类为仅存在于解脂耶氏酵母中的二型性调控相关的基因[7]
       解脂耶氏酵母的Ras 蛋白对菌丝形成具有促进作用,尤其以YlRas2最为强烈,其缺失后造成细胞丧失菌丝形成能力,过量表达则会增强细胞的菌丝形成能力[10]。 此外,基于MAPK信号通路调节解脂耶氏酵母二型性的研究中,发现 Ste11 的同源蛋白YlSte11在解脂耶氏酵母中也具有促进菌丝形成的能力,细胞缺失 MAPKKK 的编码基因YlSTE11后,菌丝形成能力出现明显下降;该通路的YlSte20和YlKss1也对解脂耶氏酵母菌丝形成起着明显的促进作用,证明MAPK信号通路在解脂耶氏酵母中起到了十分显著的正调控作用。cAMP-PKA信号通路对解脂耶氏酵母的菌丝形成起着明显的抑制作用,具体表现为 YlTpk1 缺失以后,细胞菌丝形成能力略微增强。外源加入 cAMP 时,可以观察到明显的抑制菌丝形成的作用:在中性培养基添加cAMP 能够显著抑制解脂耶氏酵母菌丝的形成[11],而在酸性培养基中加入cAMP,菌丝形成被完全抑制。人们还发现了一些区别于酿酒酵母及白色念珠菌的二型性调控蛋白。如可能为转录因子的 Hoy1,过量表达可以强烈促进菌丝的形成[12]
        在不同pH值下,Rim101可以被加工成不同形态的蛋白质,Rim101的激活需要Rim8、Rim13和Rim20的辅助,这些蛋白的缺失会影响菌丝的形成。在酸性pH条件下以酵母形态生长,碱性pH条件下以菌丝形态生长。Rim/Pal 通路是真菌中应答碱性 pH的最主要的一条信号传递通路,该通路被认为参与调控解脂耶氏酵母的交配、孢子形成以及蛋白酶基因XPR2的转录表达。目前有研究显示YlRim101 能够在碱性条件下上调某些降解酶类基因的表达。除此之外,在解脂耶氏酵母中还存在特有的信号通路,如Torc1-Sch9-Rim15信号传递途径在解脂耶氏酵母从酵母形态到菌丝形态转换过程中发挥重要作用[13];转录因子Mhy1的过量表达可以促进菌丝的形成;此外,Richard等人还通过插入突变筛选得到了多个影响菌丝形成的基因,如CDC25、BUD6、GPI7等等,但这些基因之间的关系以及具体的调控方式仍不清楚还需实验探究[14]
       本研究拟采用转座子zeta介导的随机插入突变,从野生型菌株中筛选出菌丝形成能力发生改变的菌株,通过Tail-PCR鉴定突变基因并对突变基因的功能进行研究,旨在寻找新的能参与调控菌丝形成的基因并探究其发挥功能的作用方式,以进一步丰富解脂耶氏酵母中菌丝形成调控网络,对提出新的可能得菌丝形成调控机制具有非常重要的意义。
参考文献:
[1] Guilliermond, A. The yeasts. John Wiley and Sons, New York. (1920).
[2] Rutherford, J. C., Bahn, Y. S., van den Berg, B., Heitman, J. and Xue, C. 2019. Nutrient and stress sensing in pathogenic yeasts. Front. Microbiol. 10: 442.
[3] Aun, A., Tamm, T. and Sedman, J. 2013. Dysfunctional mitochondria modulate cAMP-PKA signaling and filamentous and invasive growth of Saccharomyces cerevisiae. Genetics 193(2): 467-481.
[4] Gancedo, J.M. Control of pseudohyphae formation in Saccharomyces cerevisiae. FEMS Microbiol. Rev. 25 (2001), pp. 107-23.
[5] Biswas, S., Van Dijck, P. and Datta, A. Environmental sensing and signal transduction pathways regulating morphopathogenic determinants of Candida albicans. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 71 (2007), pp. 348-76.
[6] Barth, G. and Gaillardin, C. 1997. Physiology and genetics of the dimorphic fungus Yarrowia lipolytica. FEMS Microbiol. Rev. 19: 219-237.
[7] Nicaud, J.M. 2012. Yarrowia lipolytica.Yeast 29(10): 408-418.
[8] Ogrydziak, D. M. 1988. Production of alkaline extracellular protease by Yarrowia lipolytica. CRC Crit. Rev. Biotechnol. 8(3): 177-187.
[9] Zhao, X. F., Li, M., Li, Y. Q., Chen, X. D. and Gao, X. D. 2013. The TEA/ATTS transcription factor YlTec1p represses the yeast-to-hypha transition in the dimorphic yeast Yarrowia lipolytica. FEMS Yeast Res. 13(1): 50-61.
[10] Li, M., Li, Y. Q., Zhao, X. F. and Gao, X. D. 2014. Roles of the three Ras proteins in the regulation of dimorphic transition in the yeast Yarrowia lipolytica. FEMS Yeast Res. 14(3): 451-463.
[11] Cervantes-Chavez, J.A., Kronberg, F., Passeron, S. and Ruiz-Herrera, J. 2009. Regulatory role of the PKA pathway in dimorphism and mating in Yarrowia lipolytica. Fungal Genet. Biol. 46: 390-399.
[12] Cervantes-Chavez, J.A. and Ruiz-Herrera, J. 2006. STE11 disruption reveals the central role of a MAPK pathway in dimorphism and mating in Yarrowia lipolytica. FEMS Yeast Res. 6: 801-815.
[13] Liang, S. H., Wu, H., Wang, R. R., Wang, Q., Shu, T. and Gao, X. D. 2017. The TORC1-Sch9-Rim15 signaling pathway represses yeast-to-hypha transition in response to glycerol availability in the oleaginous yeast Yarrowia lipolytica. Mol. Microbiol. 104(4): 553-567.
[14] Richard, M., Quijano, R.R., Bezzate, S., Bordon-Pallier, F. and Gaillardin, C. 2001. Tagging morphogenetic genes by insertional mutagenesis in the yeast Yarrowia lipolytica. Journal of Bacteriolo. 183: 3098-3107.
(1)通过zeta介导的随机插入突变筛选与菌丝形成相关的基因,有助于在解脂耶氏酵母中发现新的可能参与调控菌丝形成的基因,进一步丰富解脂耶氏酵母菌丝形成的分子调控通路。
(2)通过基因敲除、过量表达来探究突变基因在细胞生长、细胞形态、菌丝形成等细胞生物学过程中发挥的作用,判断其可能的功能。另外,这几个细胞生物学过程都是细胞高度极性化的过程,该项目的实施也有助于进一步探寻和了解这些细胞生物学功能之间的联系。
(3)通过研究解脂耶氏酵母菌丝形成的分子调控通路有助于完善酵母及其它真菌的相关内容,对提出新的可能的菌丝形成调控机制具有非常重要的意义。同时也有助于进一步理解细胞的极性生长及细胞分化的过程,为研究其他生物的极性生长和细胞分化奠定了基础。
1.技术路线
本项目的技术路线如图2所示。
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图 2 本项目的技术路线
1.1 插入突变筛选菌丝形成突变体
       通过随机插入突变,筛选与菌丝形成相关的突变体。研究表明,在解脂耶氏酵母中存在反转座子长末端重复序列zeta可以介导基因的随机插入,因此我们构建了Zeta-R-YlURA3-Zeta-L(MTC)元件,该元件能够引导外源DNA随机插入基因组,从而引发基因的随机突变。以实验室构建的质粒pWU22-zeta-LR为模板,通过PCR扩增MTC元件,并将其转化至解脂耶氏酵母菌株中,实现随机插入突变。该步骤旨在通过大规模突变体库的构建,为后续筛选与菌丝形成相关的基因奠定基础。
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图 3 MTC 元件的构建
通过 PCR 的方式分别将 zeta-R(右端)和 zeta-L(左端)克隆至 YlURA3的两端即构成 MTC 元件:zeta-R-YlURA3-zeta-L.
       解脂耶氏酵母的酵母型细胞通常形成光滑菌落,而菌丝型细胞则形成褶皱菌落,且菌丝长度与褶皱程度呈正相关。在基本培养基YNB+Leu上筛选菌落形态显著改变的转化子(图4),将转化子转接至YPD平板,进一步观察菌落及细胞形态,筛选出候选子I,将候选子I接种至YPD和YNB+Leu液体培养基中,观察细胞形态,筛选出细胞形态明显改变的菌株,作为候选子II。该筛选方法操作简便,能够快速排除大部分细胞形态未发生改变的突变体,为后续基因鉴定提供高质量的候选菌株。
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图 4 zeta介导的插入突变体的菌落形态。 将随机插入突变元件 MTC 转化至野生型 PO1a 中并涂布 YNB+Leu固体平板,在 30℃培养 5~7 天之后观察菌落形态。WT 表示野生型,Fil - mutant 表示菌丝形成缺陷的突变体,Fil+ mutant 表示菌丝形成能力增强的突变体。
1.2突变基因的鉴定
       提取候选子II的基因组,采用Tail-PCR或hiTail-PCR技术鉴定MTC元件的插入位点,然后测序确定被破坏的基因位置。将测序结果在解脂耶氏酵母基因组数据库中进行比对,分析插入位点附近的基因功能,明确MTC元件插入的具体基因位点及其潜在功能。结合生物信息学分析,筛选可能参与菌丝形成的候选基因,为后续功能验证提供目标基因。
       Tail-PCR是分离与已知序列邻近的未知DNA序列的分子生物学技术。需3个根据已知序列设计的嵌套特异性引物与简并引物组合来进行PCR反应(图5),使用恰当的退火温度对目标片段进行PCR扩增。
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图5 Tail-PCR 扩增示意图
YlURA3-CKF/ Zeta-R3/ Zeta1 和 YlURA3-CKR/ Zeta-L5/Zeta3 分别为针对已知序列 ZetaR-loxR-YlURA3-loxP-ZetaL(MTC)左、右边界的两组巢式引物;AD1/AD2/AD3/AD4 为能够随机结合于未知序列上的任意简并引物。MTC 的方向如图所示。

       hiTail-PCR在Tail-PCR的基础上进行了改良,是一种高效的分子生物学技术,通过增加引物的特异性和扩增时退火温度的范围,有效阻止了非特异片段的扩增,抑制小片段的产生,有效扩增较大的目标片段,显著提升了扩增未知侧翼序列的成功率。
1.3 突变基因的回补
       为进一步确定候选基因在菌丝形成中的功能,对突变体进行了回补实验。分析目标基因的编码序列及其蛋白质结构,设计特异性引物,通过PCR扩增获得候选基因的全长序列。将该基因克隆至表达载体中,构建回补载体,确保基因在突变体中的正常表达。将构建的回补载体转化至突变体中,通过抗性筛选获得转化子。观察转化子的菌落形态(如大小、表面光滑度、边缘形态等)及细胞形态(如酵母态与菌丝态的比例、菌丝长度等),并与野生型和突变体进行对比分析,验证表型是否恢复至野生型水平。通过回补实验,能够直接证明候选基因在菌丝形成中的关键作用,为后续功能研究(如基因表达调控、蛋白质相互作用分析等)提供可靠的实验依据。
1.4突变基因的功能研究
       采用基因敲除和过量表达的方法对能够恢复突变体表型的基因进行功能研究。我们计划采用同源重组的方法对突变基因进行敲除,随后研究缺失突变基因后对细胞的生长、细胞形态、菌丝形成等细胞生物学过程的影响。我们选择pYL8质粒为基础构建突变基因的敲除载体,质粒图谱如图6。
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图6 用于构建敲除元件的质粒pYL8
       该质粒在YlURA3选择标记的两侧还带有重组酶识别位点loxR和loxP,用于完成基因敲除后将选择标记丢掉。在loxP一侧还含有一个EcoRI被突变了的YlLEU2选择标记,用于淘汰掉敲除元件随机插入的转化子。在loxR一侧以及loxP与YlLEU2之间含有两组多克隆位点,用于将两侧的同源片段插入。由于在解脂耶氏酵母中基因发生同源重组的概率较低,所以我们将敲除基因的起始密码子上游区域约1.0 kb的碱基片段和终止密码子下游区域1.0 kb的碱基片段分别连接在选择标记的两侧。然后该敲除元件与染色体上的目的基因两侧发生同源交换,选择标记基因可以将目的基因替换掉,从而完成突变基因敲除。敲除后对敲除突变株的各项细胞生物学功能进行检测,探究突变基因在解脂耶氏酵母中可能具有的功能。
       我们还将通过过量表达研究突变基因的功能。将突变基因的全长整合到过表达质粒pYL13中(质粒图谱如图7),以高表达启动子P-YlTEF1启动突变基因的表达,然后将质粒转化至野生型菌株PO1a中,观察过量的蛋白是否影响细胞的菌丝形成,细胞的生长、形态等多种生物学功能,进一步判断在解脂耶氏酵母中该基因可能参与的细胞生物学过程。
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图7 过量表达载体pYL13
1.5探究菌丝形成相关蛋白的相互作用
       我们计划构建突变基因的GFP融合蛋白,并将融合蛋白在一系列有菌丝形成缺陷的菌株中进行表达,观察该融合蛋白的定位是否受到影响;另一方面,在缺失突变体中观察其它菌丝形成相关蛋白的定位是否发生改变,以判断这些蛋白之间的相互作用关系,寻找可能与筛选出的基因编码的蛋白发生相互作用的蛋白。
       为深入研究候选基因编码蛋白的功能,我们还将构建候选基因的诱饵载体和猎物载体,利用酵母双杂交(Yeast Two-Hybrid, Y2H)或免疫共沉淀(Co-IP)技术,验证候选蛋白与其他蛋白的结合情况,研究其与其它蛋白的相互作用,分析互作蛋白的功能,构建蛋白相互作用网络。通过蛋白相互作用研究,能够进一步揭示候选基因在菌丝中的分子调控网络,为全面解析其功能提供重要线索。
2.拟解决的问题
(1)通过随机插入突变寻找解脂耶氏酵母中新的可能参与调控菌丝形成的基因。
(2)通过基因敲除和过量表达的方法研究该基因在菌丝形成和极性生长等生物过程中的功能。
(3)探究筛选到的基因与其它已知的参与调控菌丝形成的基因直接的相互作用关系,进一步完善解脂耶氏酵母中菌丝形成的分子调控通路,丰富二型性真菌的形态转化调控机制。
3.预期成果
(1)通过zeta介导的随机插入突变技术,筛选出至少10-20个菌落形态显著变异的突变株。结合Tail-PCR技术精确定位突变位点,鉴定出3-5个调控菌丝形成相关的基因,明确其在菌丝形成中的生物学功能。
(2)通过基因功能验证实验,阐明关键基因在解脂耶氏酵母菌丝形成中的功能。
(3)公开在北大核心期刊发表学术论文1-2篇。
2025年6月至2025年11月:
(1)构建解脂耶氏酵母插入突变基因库,基于zeta介导的随机插入突变技术,筛选菌落形态显著异常的突变株。
(2)通过Tail-PCR技术精确定位突变位点,初步鉴定3-5个可能与二型性转换相关的候选基因。
2025年12月至2026年5月:
(1)对筛选出的候选基因进行功能验证,构建基因敲除载体并敲除目标基因,获得稳定遗传的突变株。
(2)通过菌落形态、菌丝形成能力等分析明确候选基因在菌丝形成中的功能。
(3)利用相关技术观察关键基因在细胞中的定位,初步探索其可能的调控机制。
2026年6月至2026年11月:
(1)探究候选基因与其它菌丝形成相关基因的相互作用关系。
(2)构建关键基因的调控网络模型,初步整合实验数据,揭示其在菌丝形成中的作用机制。
2026年12月至2027年5月:
(1)总结实验数据,撰写研究论文,并投稿至相关领域的高水平学术期刊。
(2)根据审稿意见修改论文,完成论文发表工作。
(3)总结研究成果,撰写结题报告,准备项目验收。
1.指导老师的研究背景与支持
       本项目指导老师自2009年起专注酵母遗传学研究,在微生物功能基因组学领域形成特色学术积淀。长期围绕解脂耶氏酵母形态发育调控开展系统性研究,重点聚焦双极出芽、菌丝形成等细胞极性生长的分子机制解析,在酵母实验系统研究领域积累了丰富的经验,尤其在解脂耶氏酵母出芽位点选择的分子机制研究方面取得了显著成果,相关成果为酵母极性生长研究提供了重要理论突破。当前研究方向延续前期工作优势,致力于解脂耶氏酵母菌丝形成机制的系统解析。
       指导老师在该领域的持续深耕为项目提供了双重保障:其一,积累的极性生长调控网络数据可直接支撑表型筛选;其二,成熟的遗传操作系统可确保基因功能验证的可靠性。研究方案已通过预实验验证,具备明确的科学延续性与技术创新性。
2.项目组成员的研究基础与技能储备
       项目组成员均为医学专业学生,并有丰富的实验室实践经验,通过系统化的课程学习如《医学微生物学》、《生物化学与分子生物学》等专业课程,掌握了扎实的理论知识。自2024年4月起,团队成员开始参与实验室研究工作,已熟练掌握以下实验技能:①分子克隆技术(如质粒构建、基因敲除与过表达),②酵母遗传操作技术(如转化、突变体筛选与表型分析),③细胞生物学实验技术(如荧光显微镜观察、细胞形态分析),④实验室常用仪器的操作与维护(如PCR仪、离心机、凝胶成像系统等)。
3.已取得的基础研究成果
       在项目前期研究中,团队成员已开展了一系列探索性实验,并取得一些基础性的研究成果,为后续实验的顺利实施奠定了基础,相关基础研究成果如下:
(1)筛选出多个菌落形态异常的突变株
       在YNB+Leu固体培养基培养共进行了两次筛选,共得到约1500个转化子。经过进一步的分析和鉴定,共得到51个候选子I和17个候选子II(表1)筛选率为1.13%。在第一批筛选中共得到637个转化子,9个候选子I,其中较光滑的菌落有4个,较褶皱的菌落有5个,进一步对突变体的形态进行鉴定,去除4株形态改变较轻微的菌株,共得到5个候选子II。在第二批筛选中我们共得到900个转化子,42个候选子I,其中光滑菌落30个,较褶皱菌落12个,经过进一步的形态鉴定,去除30株形态改变轻微的菌株,共得到12株候选子II,部分候选子II的形态如图8所示。
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图8 部分候选子II的菌落形态及细胞形态
野生型Po1a及第二批突变体在不同培养基中的菌落形态及细胞形态。菌株在YPD固体培养基中30℃培养4 d后记录结果,在YPD液体中30℃震荡培养12 h后观察细胞形态,YNB液体培养基中30℃震荡培养16 h后观察细胞形态。
(2)对部分突变体进行鉴定
       通过Tail-PCR对筛选出的形态变异较大的菌株进行了鉴定,Tail-PCR鉴定结果如图9所示。将Tail-PCR中选择的DNA片段进行胶回收,将胶回收产物DNA片段连接到pMD18 T Vector上,最后转化到大肠杆菌DH5,在LA平板上挑选白色菌落的转化子。将转化子转移至LA液体培养基中,在超级恒温混匀仪中37℃培养过夜后提取质粒并进行琼脂凝胶电泳检验,挑选DNA片段插入到T载体的质粒进行测序。
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图9 筛选出的部分突变体Tail-PCR扩增结果
菌株Tail-PCR扩增结果,左侧的1、2、3对应的引物分别为YlURA3-CKF、zeta-R3、zeta-1,右侧的1、2、3对应的引物分别为YlURA3-CKR、zeta-L5、zeta-R3。红框标记为回收片段。M: DL5000 DNA Marker。
(3)测序结果分析
       通过Tail-PCR我们鉴定了N1-6的突变位点为YALI0C16973g基因的中间位置, N2-4的插入位置为YALI0E24101g基因的C端,N3-4插入位置为YALI0E29381g的C端,N3-7没有测出有效的插入位点(图10),这些插入位点均引起了基因的突变,破坏了基因的功能。随后我们对这几个基因所编码蛋白的保守结构域进行了分析,发现YALI0C16973g编码的蛋白在多个物种中均有同源蛋白,该蛋白为鞘脂调节蛋白Svf1,参与调控细胞的形态和生存能力。因此我们推测该蛋白可能参与调控解脂耶氏酵母的菌丝形成,因此我们将其命名为YlSVF1并计划首先选择该蛋白进行功能鉴定。
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图10 MTC片段插入位点分析
       这些前期研究成果为项目的深入实施奠定了理论基础,确保了研究目标的可行性和科学性。
1.实验室基础设备
       本项目所依托的实验室具备完善的实验设施和设备,能够充分满足研究的日常需求。实验室已建成符合生物安全二级(P2)标准的实验环境,主要设备包括:
(1)温控设备:4℃、-20℃和-80℃冰箱多台,用于样品及试剂的储存。
(2)离心设备:小型台式离心机、高速冷冻离心机,分离与收集不同规格样品。
(3)培养设备:恒温摇床、恒温培养箱,提供稳定的微生物培养条件。
(4)分子生物学设备:PCR仪、电泳仪等支持基因克隆与检测实验。
(5)分析检测设备:紫外分光光度计,用于样品定量与分析。
(6)辅助设备:水浴锅、震荡器等小型仪器,确保实验操作的精确性与高效性。
2实验条件保障
       实验室建立了完善的设备管理制度和实验操作规范,确保设备的正常运行和实验的顺利开展。同时,实验室定期维护和校准仪器设备,保证实验数据的科学性和可重复性。

经费预算

开支科目 预算经费(元) 主要用途 阶段下达经费计划(元)
前半阶段 后半阶段
预算经费总额 20000.00 10000.00 10000.00
1. 业务费 6000.00 1000.00 5000.00
(1)计算、分析、测试费 2000.00 DNA测序分析 1000.00 1000.00
(2)能源动力费 0.00 0.00 0.00
(3)会议、差旅费 0.00 0.00 0.00
(4)文献检索费 0.00 0.00 0.00
(5)论文出版费 4000.00 论文版面费 0.00 4000.00
2. 仪器设备购置费 0.00 0.00 0.00
3. 实验装置试制费 0.00 0.00 0.00
4. 材料费 14000.00 实验耗材、分子生物学及高纯度化学制剂,引物订购 9000.00 5000.00
结束